双分子荧光互补技术（BiFC）
一、技术简介BiFC是由Hu 等在2002 年最先报道的一种直观、快速地判断目标蛋白在活细胞中的定位和相互作用的新技术. 有报道在GFP 的两个β片层之间的环结构（loop）上有许多特异位点可以插入外源蛋白而不影响GFP的荧光活性，BiFC技术正是利用该荧光蛋白家族的这一特性，将荧光蛋白分割成两个不具有荧光活性的分子片段，再分别与目标蛋白连接。如果两个目标蛋白因为有相互作用而接近，就使得荧光蛋白的两个分子片段在空间上相互靠近，重新形成活性的荧光基因而发出荧光。在荧光显微镜下，就能直接观察到两目标蛋白是否具有相互作用，并且在最接近活细胞生理状态的条件下观察到其相互作用发生的时间、位置、强弱、所形成蛋白复合物的稳定性，以及细胞信号分子对其相互作用的影响等，这些信息对研究蛋白质相互作用有重要意义。
其后发展出的多色荧光互补技(multicolor BiFC)，不仅能同时检测到多种蛋白质复合体的形成，还能够对不同蛋白质间产生相互作用的强弱进行比较.这项技术不需要特殊的设备，相互作用的蛋白也不需要特别的理论配比。因此，BiFC技术已被国际上众多实验室采用，在活细胞内证明蛋白质的相互作用。
BiFC技术以下几个特点使其对于研究蛋白质相互作用具有独特的优势：
1、能在显微镜下直接观察到蛋白相互作用而且不依赖于其它次级效应；
2、该相互作用可以在活细胞中进行观察，排除了由于细胞裂解或固定可能带来的假阳性结果；
3、蛋白质在近似生理条件的环境下表达，表达水平及特性如翻译后修饰极大地接近于内源蛋白；
4、不需要蛋白质有特别的理论配比，能检测到不同亚群蛋白质间的相互作用；
5、多色BiFC技术不仅能同时检测到多种蛋白质复合体的形成，还能够对不同蛋白质间产生相互作用的强弱进行比较；
6、BiFC技术除了荧光倒置显微镜外，不要求特殊的设备。
实验简单、快捷、直观，并适用于原核、真菌、植物、动物等多种组织、细胞. 该技术的完善与发展必然会为蛋白质组学、蛋白质相互作用连锁图的建立带来福音. 但是，该技术与大多检测蛋白质相互作用的技术一样，也存在着假阴性和假阳性的问题，需要在实验中仔细验证。
可参考文献：
Hu, C.D., Y. Chinenov, and T.K. Kerppola, Visualization of interactions among bZIP and Rel family proteins in living cells using bimolecular fluorescence complementation. Mol Cell, 2002. 9(4): p. 789-98.
Hu CD , Kerppola TK. Simultaneous visualization of multiple proteininteractions in living cells using multicolor fluorescence complementationanalysis . Nature Biotechnology , 2003 ,21 (5) :539 - 545. 蛋白质片段互补技术
BiFC起源于蛋白质片段互补技术。所谓蛋白质片段互补技术(protein fragment complementation)是将某个功能蛋白切成2段，分别与另外2种目标蛋白相连，形成2个融合蛋白。在1个反应体系中，2个目标蛋白的相互作用使得2个功能蛋白质片段靠近、互补，并重建功能蛋白质的活性，通过检测功能蛋白质的活性来判断目标蛋白质的相互作用。已经尝试用于该目的的功能蛋白包括泛素蛋白(ubiquitin)，β-半乳糖苷酶(β-galactosidase)，二 氢叶酸还原酶(dihydrofolate reductase)，β-内酰胺酶(β-lactamase)，以及几种荧光素酶，如萤火虫荧光素酶(firefly luciferase)，海肾萤光素酶(renilla luciferase)，甲虫荧光素酶(beetle luciferase)和长腹水蚤荧光素酶(gaussia luciferase)。BiFC沿袭了蛋白质片段互补的技术原理。所不同的是蛋白质片段互补技术需要重建断裂蛋白的活性，蛋白活性由底物反应所体现，通过检测底物变化，来判断蛋白质的相互作用。而基于断裂荧光蛋的BiFC技术则是利用荧光蛋白本身的一个特点，即荧光蛋白活性被重建后，能自我催化形成荧光活性中心，重新恢复荧光蛋白的特征光谱，自身作为报告蛋白，直接反映蛋白质之间的相互作用。因此技术过程更加简单，结果更加直观。
绿色荧光蛋白(GFP)及外源片段插入和循环排列实验GFP是由238个氨基酸残基组成的1个单体蛋白，其三维结构是由11个反向平行的β折叠环绕成1个桶状结构，1个较长的α2螺旋从桶的中心穿过，这些β折叠和α螺旋之间通过Loop环链接起来。荧光蛋白的发色团位于桶中心的α螺旋上，由荧光蛋白通过自体催化，将3个氨基酸残基Ser652Tyr662 Gly67进行环化，氧化后形成。由于GFP结构致密，不易被蛋白酶水解，且在厌氧细胞以外的任何细胞中都能自我催化发射荧光，所以很快被应用于生命科学研究，将其融合于形形色色的蛋白上，用来研究蛋白质的功能。最初将GFP融合到目标蛋白的方式主要有3种，即N端融合、C端融合、或将整个荧光蛋白插入到目标蛋白中，这3种方式中，GFP蛋白都是完整的。1998年，Abedi等首次尝试了GFP的另类使用方式，即将目标短肽插入到GFP中。他们从GFP的Loop区域选择了10个位点，将20个左右氨基酸组成的短肽分别插入，通过能否重新发射GFP的特征光谱，来筛选合适的插入位点(Fig12A)。结果发现，在氨基酸Gln1572Lys158以及Glu1722Asp173之间插入短肽时，GFP仍然能发射荧光。于是，他们以GFP作为支架蛋白(scaffold protein)，用其Gln1572Lys158(此位点较Glu1722Asp173位点更能适应外源短肽)位点来筛选短肽库。1999年，Baird等在对GFP的突变体增强型青色荧光蛋白(ECFP)进行半随机突变时，偶尔发现在一个突变体的Y145位插入了6个新的氨基酸残基FKTRHN，但是该突变体仍然发射荧光。这个偶然的发现表明，GFP在某些位点插入外源片段时，仍能自发组装形成GFP的完整的三维结构。于是他们设计了1个循环排列(circular permutation)实验，来验证GFP上还有哪些位点适合插入外源片段。循环排列方法通常被用来评估1个蛋白质的结构元件的功能，比如铰链区(hinge regions)，松散的环(Loops)以及结构域间或亚基间的界面对于蛋白质的折叠和稳定性的作用。循环排列是将蛋白质的N端和C端通过1个短肽(linker)连接起来，形成1个环状的中间态，然后在另外的位置将蛋白质切开，形成新的N端和C端。重新排列后的某些突变体蛋白质在体内或体外仍能形成类似该蛋白质的天然结构，并具有野生型蛋白质的活性。在对GFP及其突变体的循环排列研究中，将GFP的cDNA通过1个编码6个氨基酸短肽(GGTGGS)的核苷酸序列连成一个环状的cDNA，然后从环状cDNA的任何地方切开，形成1个编码新N端和C端的蛋白质阅读框，插入到质粒中。在大肠杆菌中筛选能发射GFP荧光的单菌落。通过这种循环排列，他们发现有10个位点重排的GFP突变体仍能正确折叠并发射荧光。这10个位点既有存在于Loop区域的，也有处于β折叠片上的(Fig12B)。这些位点被认为是可以插入外源片段的，并在部分位点得到验证。比较上述实验可以看出，2个实验室所得出的可插入位点大致相符，但后者(Baird等)的实验更加精细，他们将GFP的任何1个位点都进行了筛选。从上述实验可以看出，插入外源片段的位点都位于氨基酸142位点以后，即发色团所在的α螺旋之后的第3个β折叠片之后。由此可见，发色团所在的N端的大部分区域对于荧光蛋白的正确折叠及保护活性中心很重要。从序列重排实验的结果还得到一个启示:既然重排后的突变体荧光蛋白仍然具有荧光活性，那么新形成的N端和C端也是可以融合外源蛋白质的。 荧光蛋白质的外源片段插入及循环排列实验为BiFC奠定了基础，BiFC在拆分GFP蛋白时所选用的位点也都在GFP循环排列所鉴定的位点附近或其上。
BiFC的提出
2000年，Ghosh等首次报道了1个借助反向平行的亮氨酸拉链介导的GFP重组实验。该实验选用了易被检测的GFP蛋白，将其从氨基酸Gln1572Lys158位切开，把1组反向平行的亮氨酸拉链分别连接到GFP的N端和C端。如Fig13所示，将1个亮氨酸拉链(NZ)通过1个连接肽连接到GFP的N片段的第157个氨基酸上，另1个亮氨酸拉链(CZ)连接到C端片段的第158位氨基酸。在体外和体内(大肠杆菌BL21中)分别证明了，只有借助亮氨酸拉链的相互作用，GFP的2个多肽片段才能够靠近，重新形成完整的GFP蛋白，并发射荧光。任何1个单独的融合多肽或任何1组只包含1个或零个融合多肽的组合均不能将绿色荧光蛋白的N端和C端片段重组成完整的GFP蛋白结构，亦不能发射荧光。2年之后，Hu等首次提出BiFC概念。他们将1个GFP的突变子增强型黄色荧光蛋白(EYFP)从不同位点切开，用1组相互作用的同向平行的亮氨酸拉链(多肽bFos和bJun)融合到切开的GFP蛋白的N片段和C片段，分别在大肠杆菌中共表达不同组合的融合多肽。他们发现，当EFYP从氨基酸Ala1542Asp155间切时开时所构建的1组融合多肽，能够在细菌或细胞中产生GFP的荧光。于是，BiFC技术建立起来。
各类BiFC系统
近几年，BiFC技术迅速发展。2003年，Hu和Kerppola系统地研究了GFP及其3个不同颜色的突变体蓝色荧光蛋白(BFP)，青色荧光蛋白(CFP)以及黄色荧光蛋白(YFP)的BiFC现象。他们把GFP，BFP，CFP，YFP从氨基酸155位和173位分别切开，把切开的N端片段用其颜色和位点命名，如NY155，NG173等。同样命名原则用于C端片段，如CY155，CG155等。用2条碱性的亮氨酸拉链短肽bJun和bFos筛选出不同片段组合的BiFC系统，这些双分子荧光互补系统的特征波长有7种，即组合YN155PYC155和YN173PYC173的特征波长为515P527nm;YN155PCC155和YN173PCC155的特征波长为503P515nm;CN155PCC155和CN173PCC155，452P478nm;组合GN173PYC173，513P521nm;GN173PCC155，488P512nm;CN173PYC173，466P497nm;BN172PCC155，这一组未给出特征光谱，但是从文章中可以看出，这一组和上述组合的激发及发射光谱不同。从C端的173位切开上述4中荧光蛋白所产生的氨基酸序列完全相同，因此YC173也可以是(G，B，C)C173。2006年，Shyu等将GFP的另外3个突变体，黄色的venus和citrine，青色的cerulean发展成可以用于生理条件下的BiFC系统。这3个蛋白也是从155或173位氨基酸切开，用bJun和bFos筛选出下列组合可以形成BiFC 系统，即citrine N155Pcitrine C155，citrine N173Pcitrine C173，venus N155Pvenus C155 ，venus N173Pvenus C173 ， venus N173PYC155 ， citrine N173Pvenus C155 ， citrine N173PYC155 ， venus N173PCC155 ， cerulean N173Pvenus C155 ， cerulean N173PCC155 ，这些组合的特征波长见Table 1。为了更好地实现多组蛋白质相互作用的同时检测，2006年Jach等将他们自己突变的1个红色单体荧光蛋白mRFP2Q66T发展成1个红色的双分子荧光互补系统。他们把mRFP2Q66T从氨基酸序列的154和168位点切开，筛选了2个片段组合，即mRFP2Q66TN168PmRFP2Q66TC169和mRFP2Q66TN168PmRFP2Q66TC155，均可形成BiFC系统。最近，Fan等将1个特征波长更长的第二代单体荧光蛋白mCherry从159位切开，形成片段组合mCherryN159PmCherryC160，构建了1个长波长的红色BiFC系统。
BiFC系统的扩展
目前，BiFC系统不仅可以直观地检测到1对蛋白质在体内或体外的相互作用，也可以由不同颜色的BiFC系统在同1个细胞中共用实现多组蛋白质
相互作用的同时检测。2008年，Shyu等又将BiFC技术和FRET技术结合起来，建立了基于双分子荧光互补的荧光共振能量转移技术(BiFC-FRET)，BiFC2FRET采用了青色的荧光蛋白cerulean和1个黄色的基于venus的BiFC系统联用，能同时检测3个蛋白之间的相互作用。其做法是，将bJun和bFos分别和venus荧光蛋白的N，C端片段相连，bJun和bFos的相互作用使得venus蛋白重建;当和cerulean融合的蛋白NFAT1和bJun和bFos异源二聚体相互作用时，cerulean可以作为供体将能量共振转移至重建后的venus荧光蛋白，实现3个蛋白质相互作用的共检测。
一项技术的优缺点体现在和其他不同技术的比较中。和其它多数技术相比，双分子荧光互补技术适用范围广，既可以用于体内也可以用于体外的蛋白质相互作用研究，是其优点之一。本文仅基于体内蛋白质相互作用来进行比较。用于体内蛋白质相互作用研究的技术有多种，其中酵母双杂交技术应用最为广泛。酵母双杂交技术不仅可以用于已知蛋白之间的相互作用，还能用其中1种蛋白去筛选与之相互作用的蛋白，但是这项技术仍然存在几个固有的不足:1)相互作用必须在酵母中进行，许多外源目标蛋白在酵母中表达天然活性已经发生变化;2)各种原因造成的假阳性，例如一些受试蛋白本身可能激活了报告基因的转录或在酵母双杂交系统中相互作用的蛋白在其天然环境中处于不同的细胞器，并不发生相互作用;3)必须通过酵母细胞培养才能观察到结果，耗时较长。与之相比，BiFC系统可以在细菌，真菌，以及真核细胞中实施，所研究的蛋白处于其天然的环境中，并且能够直观地报道蛋白质相互作用在细胞中的位置，即定位(localization研究，此外，BiFC技术耗时比较短。目前，研究体内蛋白质相互作用的主流方法是荧光能量共振转移技术(FRET)或生物发光能量共振转移(bioluminescence resonance energy transfer，BRET)。2种方法都要求供体荧光团的发射波谱和受体荧光团的激发波谱有一定程度的重叠，并且距离在10纳米以内，以及受体发射的荧光强度是在假定受体没有吸收其它的光能量而只吸收了供体处于激发态时转移的能量，而供体需获取有或无受体时发射的荧光强度，因此，FRET和BRET技术对仪器的要求高，需要复杂的数据分析。同时，这类方法检测的是供体和受体的荧光强度的变化。相比之下，BiFC系统对仪器要求低、数据处理相对简单，由于只是检测荧光的有无，因而背景干净，检测更加灵敏。其他蛋白质片段互补技术主要通过检测底物的变化来间接的反映蛋白质间的相互作用，不能确定蛋白质相互作用的位置。由于重建后的荧光蛋白结构较稳定，双分子荧光互补技术还可以用于研究蛋白质之间的弱相互作用或瞬间相互作用。
BiFC技术的最大缺陷是多个BiFC系统对温度敏感。温度高时，片段间不易互补形成完整的荧光蛋白。一般在30℃以下形成互补效应好，温度越低，越有利于片段之间的互补，这就对研究细胞在生理条件下的蛋白质相互作用带来不利因素。目前，只有基于venus、citrine和cerulean的3个双分子荧光互补系统可以在生理温度条件下实现片段互补。此外，BiFC系统需要2个荧光蛋白片段互补，重新形成完整的活性蛋白以及发生荧光蛋白自体催化过程，不同的BiFC系统往往需要几分钟到几小时完成该过程，因此观察到的双分子荧光信号滞后于蛋白质的相互作用过程，不能实时地观察蛋白的相互作用或蛋白复合物的形成过程。
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